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Laboratorio 5: Requisitos ambientales y de pipetas - Biología

Laboratorio 5: Requisitos ambientales y de pipetas - Biología



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Familiarización con su pipeta:

1. Busque las siguientes partes en su pipeta:

  • Dial de ajuste de volumen
  • Botón de expulsión de puntas
  • Botón del émbolo
  • Micrómetro de acero inoxidable
  • Indicador de volumen digital
  • Brazo eyector de acero inoxidable (extraíble)
  • Eje de plástico
  • Punta desechable amarilla o azul

2. Practique sosteniendo su pipeta correctamente, colocando una punta en nuestra pipeta y expulsando la punta. Haga esto al menos tres veces.

3. El volumen total que puede contener una pipeta se indica en la parte superior del émbolo. Trabajaremos con las siguientes pipetas de tres volúmenes:

  • P-20 0,02 μl - 20 μl
  • P-200 20 μl - 200 μl
  • P-1000 200 μl - 1000 μl

4. Según la pipeta de volumen, los números de la pantalla digital tienen un significado diferente.

5. Gire la perilla de ajuste de volumen hasta que el indicador digital alcance el volumen deseado, luego coloque una punta desechable en el eje de la pipeta (practique los tres volúmenes min, int, max)

6. Presione el émbolo hasta el primer tope. (Podrá empujar más allá de este punto, pero hay suficiente resistencia para detener el movimiento si intenta ser consciente de ello).

7. Sostenga la pipeta verticalmente y sumerja la punta desechable en la muestra. Utilice el agua coloreada y los tubos de microcentrífuga que se le proporcionaron.

8. Permita que el botón del émbolo regrese lentamente a su posición original. No permita que el botón se cierre.

9. Para dispensar la muestra: coloque la punta contra la pared lateral del tubo receptor y empuje el émbolo hasta el primer tope. Espere 2-3 segundos, luego presione el émbolo hasta el segundo tope para expulsar cualquier muestra residual en la punta.

10. Mientras el émbolo todavía está empujado hacia abajo, retire la pipeta del tubo y deje que el émbolo vuelva lentamente a su posición original.

11. Practique hasta que esté listo y luego llame a un instructor para su prueba de habilidades. Esta prueba de habilidades vale 5 puntos.

Advertencia

  • Nunca gire la perilla de ajuste de volumen más allá del rango superior o inferior del pipeteador.
  • Nunca coloque el pipeteador de lado ni lo sujete horizontalmente cuando contenga líquido.
  • Nunca sumerja el eje del pipeteador en el líquido.

Requisitos ambientales (temperatura)

¿Cómo afecta la temperatura al crecimiento bacteriano?

Los organismos crecen mejor en un cierto rango de temperatura, y este rango tiene restricciones. Las temperaturas cardinales son el rango de temperaturas sobre las que puede crecer un organismo. Cada organismo ha evolucionado para vivir a una temperatura óptima particular.

  • Mínimo: temperatura más baja donde ocurre la reproducción
  • Máximo: temperatura más alta donde ocurre la reproducción
  • Óptimo: mayor tasa de reproducción

Los organismos se clasifican según los rangos de temperatura en los que viven:

  • Psicrófilos: menos de cero
  • Psicrótrofos: 0-30 ° C
  • Mesófilos: temperaturas medias 15-45 ° C
  • Termófilos: 40-80 ° C
  • Termófilos extremos: por encima de 65 ° C

¿CUÁLES SON LAS TEMPERATURAS CARDENALES DE 3 ORGANISMOS DIFERENTES?

1. Para trabajar como una mesa, necesitará 15 tubos de caldo de soja tríptico (TSB).

2. Etiquete sus tubos de caldo con las especies bacterianas (3 especies) y la temperatura (5 temperaturas) = ​​15 tubos:

  • Escherichia coli (5 tubos de caldo)
  • Geobacillus stearothermophilus (5 tubos de caldo)
  • Pseudomonas fluorescens (5 tubos de caldo)

3. Mezcle cada cultivo de caldo antes de usarlo golpeando suavemente el tubo.

4. Utilizando una técnica aséptica, utilice una pipeta esterilizada para transferir 20 µl de cada organismo a un tubo de ensayo de caldo apropiado.

Nota

Si no es consistente con el volumen que inocula, sus resultados serán indeseables.

5. Coloque todo en los estantes provistos al final de su mesa. Cuando su mesa esté lista, uno de ustedes deberá colocar su rejilla en la incubadora a 37 ° C.

6. Cada persona en su mesa buscará colonias aisladas de un caldo de Serratia marcescens en un plato TSA.

7. Tres personas incubarán su placa a 30 ° C y la otra mitad a 40 ° C. Los contenedores para los platos se colocarán en el escritorio del instructor.

Requisitos ambientales (pH)

¿Cómo afecta el pH al crecimiento bacteriano?

Iones de hidrógeno en una solución = pH. Los organismos crecen mejor en un rango de pH específico basado, en parte, en el entorno en el que han evolucionado para vivir. Si las bacterias están fuera de su rango de pH óptimo, sus proteínas pueden desnaturalizarse. Los rangos de pH sobre los que puede vivir un organismo los colocan en grupos:

  • Acidophiles: por debajo de pH 5.5
  • Neutrófilos: pH 5,5 -8,5
  • Alcalifilos: pH superior a 8,5

¿CUÁLES SON LOS RANGOS DE pH DE 3 ORGANISMOS DIFERENTES?

8. Trabajando como una mesa, necesitará 15 tubos TSB de los siguientes pH:

  • 3 tubos de pH 2
  • 3 tubos de pH 4
  • 3 tubos de pH 6
  • 3 tubos de pH 8
  • 3 tubos de pH 10

9. Etiquete sus tubos de caldo con las especies bacterianas (3 especies) y pH (5 pH) = 15 tubos

  • Lactobacillus plantarum → pH 2, 4, 6, 8, 10
  • Staphylococcus saprophyticus → pH 2, 4, 6, 8, 10
  • Alcaligenes faecalis → pH 2, 4, 6, 8, 10

10. Mezcle el cultivo antes de usarlo golpeando suavemente el tubo.

11. Utilizando una técnica aséptica, utilice una pipeta esterilizada para transferir 20 µl de cada organismo a un tubo de ensayo de caldo apropiado.

12. Coloque todos los tubos inoculados en las rejillas provistas al final de su mesa. Cuando su mesa esté lista, uno de ustedes deberá colocar las rejillas en la incubadora a 37 ° C.

Requisitos ambientales (salinidad)

¿Cómo afecta la presión osmótica al crecimiento bacteriano?

El agua es esencial para todos los organismos. La capacidad de controlar el movimiento del agua a través de una membrana es necesaria para la supervivencia de todas las células. La presión osmótica es la presión mínima que debe aplicarse a una solución para evitar el flujo de agua hacia adentro a través de una membrana semipermeable. El movimiento del agua está controlado por la concentración de solutos contenidos en el agua (generalmente sal). Las bacterias se pueden clasificar según la salinidad que pueden tolerar:

  • Halófilos (prefieren concentraciones de NaCl del 3% o más)
  • Halófilos extremos (prefieren concentraciones de NaCl del 15% al ​​25%)
  • Xerófilo (prefiere concentraciones bajas de sal)

¿CUÁLES SON LOS RANGOS DE SALINIDAD PREFERIDOS DE 4 ORGANISMOS DIFERENTES?

11. Trabajando como mesa necesitarás 28 caldos TSB de las siguientes salinidades:

  • 4 tubos de NaCl 0%
  • 4 tubos de NaCl 2.5%
  • 4 tubos de NaCl al 5%
  • 4 tubos de NaCl 10%
  • 4 tubos de NaCl 15%
  • 4 tubos de NaCl 20%
  • 4 tubos de NaCl 25%

12. Etiquete sus tubos de caldo con las especies bacterianas (4 especies) y la salinidad (7 concentraciones) = 28 tubos:

  • Escherichia coli
  • Halobacterium salinarum
  • Staphylococcus epidermidis
  • Vibrio alginolyticus

13. Mezcle el cultivo antes de usarlo golpeando suavemente el tubo.

14. Utilizando una técnica aséptica, utilice una pipeta esterilizada para transferir 20 µl de cada organismo a un tubo de ensayo de caldo apropiado.

15. Incube E. coli y S. epidermidis a 37 ° C en las rejillas de su mesa, H. salinarum a 42 ° C y V. alginolyticus a 30 ° C. Estos estantes estarán en el escritorio del instructor.

Requisitos ambientales (aerotolerancia)

¿Qué es la aerotolerancia y cómo afecta el crecimiento bacteriano?

Las bacterias pueden diferir drásticamente en su capacidad para utilizar oxígeno (O2). En condiciones aeróbicas, el oxígeno actúa como aceptor final de electrones para la cadena de transporte de electrones ubicada en la membrana plasmática de los procariotas. Las bacterias utilizan este proceso para generar ATP, la fuente de energía para la mayoría de los procesos celulares. En ausencia de oxígeno (O2), algunas bacterias pueden utilizar vías metabólicas alternativas, incluida la respiración anaeróbica y / o la fermentación. Durante la respiración anaeróbica, se utilizan otras moléculas alternativas como aceptor de electrones final para la cadena de transporte de electrones, como el nitrato (NO3), sulfato (SO4) y carbonato (CO3).

¿CUÁL ES LA AEROTOLERANCIA DE TRES ESPECIES DIFERENTES DE BACTERIAS?

16. Para trabajar como una mesa, necesitará 2 placas de levadura + glucosa.

17. Utilizará las siguientes tres especies de bacterias:

Alcaligenes faecalis

Staphylococcus epidermidis

Clostridium sporogenes

18. Divida ambas placas en tres secciones y transfiera asépticamente cada especie de bacteria a una sección, use su lazo para dibujar un círculo en lugar de rayas.

Estará comparando el crecimiento entre las tres secciones, así que asegúrese de que sus rayas sean del mismo tamaño.

19. Una placa se colocará en una jarra Torbal a 37 ° C (condiciones anaeróbicas) y una placa irá directamente a la incubadora a 37 ° C (condiciones aeróbicas). El frasco de Torbal estará al final de cada mesa.

Requisitos ambientales (resultados):

¿Cómo cuantificamos el crecimiento bacteriano?

A menudo, en microbiología, necesitamos determinar la cantidad de células bacterianas en un caldo. Podemos hacer esto directamente a través de placas esparcidas (lo haremos en un laboratorio posterior) o indirectamente evaluando la turbidez (nubosidad) de los tubos de caldo. Medimos la turbidez usando un espectrofotómetro que nos da una lectura de la absorbancia de la luz:

  • más bacterias = más turbio = mayor absorbancia
  • menos bacterias = menos turbio = menor absorbancia

1.Asegúrese de que la pantalla de su espectrofotómetro lea 600 nM seguido de un conjunto de números y luego la letra A.

2. Para la lectura del espectrofotómetro, use un Kimwipe para limpiar el exterior del tubo "blanco". Cada juego de caldos (temperatura, pH, salinidad) tendrá su propio tubo en blanco

3. Coloque el tubo en blanco en el espectrofotómetro, cierre la tapa y presione el botón “0 ABS / 100% T”. Esto establecerá el nivel de fondo de absorbancia presente en el caldo cuando no haya bacterias creciendo.

4. Retire el tubo en blanco.

5. Mezcle cada tubo antes de usarlo golpeando suavemente el tubo y límpielo con Kimwipe.

6. Inserte este tubo en el espectrofotómetro y, sin presionar nada, registre la absorbancia.

7. Una vez que haya terminado, agregue sus datos al cuadro al frente de la clase, deberá copiar los datos de toda la clase.

8. Calcule los promedios y la desviación estándar para cada condición y haga gráficos para cada bacteria por condición (consulte el ejemplo proporcionado en la página 36).

Requisitos ambientales (gráficos)

Ahora graficará el promedio y la desviación estándar de su datos de salinidad en una computadora en cualquier programa de gráficos con el que esté familiarizado. Asegúrese de que su gráfico se parezca al siguiente y muestre la siguiente información:

  • título del gráfico
  • etiquetas de eje con unidades
  • barras de error verticales SOLAMENTE
  • promedio en cada salinidad
  • las CUATRO especies de bacterias en un gráfico


Cultivo de tejidos vegetales: requisitos de laboratorio

En este artículo discutiremos sobre los requisitos básicos de laboratorio para el cultivo de tejidos vegetales.

Laboratorio Requerimientos:

& # 8216El cultivo de tejidos vegetales & # 8217 o el cultivo in vitro de partes de plantas necesita algunos requisitos básicos:

(a) El cultivo debe realizarse en condiciones asépticas.

(b) La parte de la planta aislada debe tener un ambiente apropiado que ayude a dividir la célula y a obtener una expresión de potencial interno.

Las instalaciones básicas para las operaciones de cultivo de tejidos vegetales que involucran cualquier tipo de procedimiento in vitro deben incluir ciertos elementos esenciales:

(a) Instalaciones de lavado y almacenamiento

(b) Sala de preparación, esterilización y almacenamiento de medios

(c) Área de transferencia para manipulaciones asépticas

(d) Salas de cultivo o incubadoras para el mantenimiento de cultivos en condiciones controladas de temperatura, luz y humedad.

(e) Área de observación o recolección de datos

Instalaciones de lavado y almacenamiento:

Se necesita un área con un fregadero grande (revestido de plomo para resistir ácidos y álcalis) y un área de drenaje con provisión para agua corriente, escurridores o rejillas y fácil acceso a un aparato desionizado, destilado y bidestilado.

También debe haber espacio disponible para instalar hornos de secado, lavadoras, cubos de plástico o acero para remojar el material de laboratorio, baños con ácido o detergente y detergente, lavadoras de pipetas, secadores y cepillos de limpieza. Para el almacenamiento de material de laboratorio lavado y seco, el laboratorio debe estar provisto de armarios o armarios de almacenamiento a prueba de polvo.

Sala o espacio de preparación de medios:

Esta parte es la sección central del laboratorio donde se realizan la mayoría de las actividades, es decir, preparación de medios y esterilización de medios y cristalería & # 8217s necesarios para el cultivo. Debe haber suficiente banco de trabajo y espacio de almacenamiento.

Los siguientes elementos son esenciales en la habitación (Fig. 16.2A-D):

(i) Diferentes tipos de cristalería

(ii) Diferentes tipos de saldos

(iv) Placas calientes y agitador

(vii) Autoclave y horno de aire caliente

(xi) Refrigerador y Congelador

(xii) Armario de almacenamiento (libre de polvo)

Las técnicas de cultivo de tejidos solo pueden llevarse a cabo con éxito en un laboratorio muy limpio y con atmósfera seca con protección contra microorganismos transportados por el aire. Para este propósito, se necesita una habitación / gabinete estéril libre de polvo para el trabajo de transferencia y manipulación de rutina.

El & # 8216 gabinete de flujo de aire laminar & # 8217 (Fig. 16.2C) es el accesorio más común utilizado para manipulaciones asépticas hoy en día. El gabinete puede diseñarse con flujo de aire horizontal o flujo de aire vertical donde el aire es forzado al interior del gabinete a través de un filtro bacteriano HEPA (aire de partículas de alta eficiencia). El aire fluye sobre el banco de trabajo a una velocidad constante que evita que las partículas (microorganismos) se depositen en el banco.

Antes de la operación en el gabinete de flujo de aire laminar, el interior del gabinete se esteriliza con luz germicida ultravioleta (UV) y se limpia el piso del gabinete con alcohol al 70%. La cámara de inoculación, una cámara de vidrio hermética de diseño especial equipada con luz ultravioleta, también se puede utilizar como área de transferencia.

Los cultivos de tejidos vegetales deben incubarse en condiciones de temperatura, iluminación, fotoperiodo, humedad y circulación de aire bien controladas. Las salas de cultivo de incubación, los gabinetes de incubadoras disponibles en el mercado, las cámaras de crecimiento de plantas grandes y las salas ambientales para caminar satisfacen estos requisitos.

Las salas de cultivo se construyen con estantes perforados de aire acondicionado adecuados (Fig. 16.2D) para sostener los recipientes de cultivo, equipados con tubos fluorescentes que tienen un dispositivo de sincronización para mantener el fotoperíodo; se pueden usar cortinas negras para mantener la oscuridad total.

Para los cultivos en suspensión se utilizan agitadores giratorios. Se utilizan acondicionadores de aire y calentadores para mantener la temperatura alrededor de 25 ± 2 ° C y la humedad se mantiene mediante ventilación forzada uniforme. La luz y el miedo también se realiza en una cantidad medida, es decir, 40-200 fc (pie-vela).

Área de recolección de datos:

El crecimiento y desarrollo de tejidos cultivados in vitro generalmente se monitorea mediante la observación de cultivos a intervalos regulares en la sala de cultivo o incubadoras donde se han mantenido bajo condiciones ambientales controladas.

Debe haber un arreglo en el que las observaciones se puedan realizar en condiciones asépticas utilizando un microscopio. Se requieren instalaciones especiales para la conservación de germoplasma, es decir, los accesorios de criopreservación deben estar allí.

Área de trasplante:

Las plantas regeneradas a partir de cultivos de tejidos in vitro se trasplantan al suelo en macetas. Las plantas en maceta y tímidas se transfieren finalmente al invernadero, pero antes de transferir el cultivo de tejidos, las plantas crecidas se dejan aclimatar en condiciones de humedad y temperatura controladas y bajo la entrada controlada de luz solar.


Requisitos para el manual de certificación / certificación de laboratorio

Esta página contiene los siguientes requisitos para la certificación:

  • Requisitos de las pruebas de aptitud
  • Manual de certificación
  • Estatutos y Reglamentos

Requisitos de las pruebas de aptitud

Para obtener la certificación ELAP, su laboratorio debe demostrar competencia para todos los analitos solicitados que se enumeran en el artículo 316 del Manual de certificación a continuación.

Para la acreditación continua, obtenga calificaciones aprobatorias en al menos dos (2) de tres (3) pruebas de aptitud (PT) consecutivas. Las fechas de cierre del estudio de PT sucesivas muestras de PT para un campo de acreditación deben tener al menos cinco (5) meses de diferencia y no más de siete (7) meses de diferencia del estudio anterior.

Además, al menos uno de los puntajes debe tener menos de seis (6) meses. La acción correctiva o los PT suplementarios deben ser al menos siete (7) días a partir de la fecha de cierre del estudio anterior.

Por lo tanto, puede realizar cualquier combinación de las siguientes acciones:

  1. Solicite que los proveedores acreditados por NELAC / TNI envíen los puntajes de las pruebas de los análisis realizados en los dieciocho (18) meses anteriores en las muestras directamente a la oficina de ELAP.
  2. Compre muestras de cada compuesto de FoPT solicitado de uno de los proveedores acreditados por NELAC / TNI y pídale al proveedor que envíe sus puntajes directamente a la oficina de ELAP.
  3. Espere hasta que los analitos se analicen en el próximo estudio del Programa de PT del NYS DOH Wadsworth Center programado regularmente que se encuentra en el artículo 310 del Manual de certificación.

Se requiere que las puntuaciones (informes de evaluación) se publiquen dentro de los veintiún (21) días posteriores a la fecha de cierre del estudio. Los cambios en el estado de acreditación de un laboratorio se toman en cuenta dentro de los 60 días calendario posteriores a la fecha de publicación de los puntajes de las pruebas a la Oficina de ELAP.

Manual de certificación

Ítems de información general 100 - 176

Campos de los ítems de acreditación 180 - 180,7

Elementos de métodos y análisis 198-199

Planes de garantía de calidad y elementos de registros 200 - 236

Elementos de recogida de muestras y análisis de campo 241 - 249

Ítems del requisito de control de calidad 271.1 - 280

Ítems de prueba de aptitud 300 - 330

Estatutos y Reglamentos

Ley de Salud Pública de Nueva York Artículo 5, Título 1 Subsección 502 Laboratorios ambientales


Comprensión de la gravedad y la convección mecánica

Cómo funciona la convección por gravedad

En un horno de convección por gravedad, la distribución de la temperatura se basa en el aire caliente que se mueve hacia arriba (ver arriba). No hay ventilador que distribuya activamente el aire dentro de la cámara. El beneficio de esta tecnología son las turbulencias de aire muy bajas para un secado y calentamiento suaves.

Cómo funciona la convección mecánica

En un horno de convección mecánica (o aire forzado), un ventilador integrado mueve activamente el aire dentro de la cámara, lo que da como resultado una distribución uniforme de la temperatura en toda la cámara (ver arriba). Un beneficio es la uniformidad de temperatura óptima para obtener resultados reproducibles, por ejemplo, en pruebas de materiales y para protocolos de secado con requisitos de temperatura muy estrictos. Otra ventaja es un proceso de secado mucho más rápido en comparación con la convección por gravedad. Al abrir la puerta, la temperatura se recuperará más rápidamente al nivel de temperatura establecido en un horno de convección mecánico.


Cultivo de microorganismos: 6 instrumentos de laboratorio

Los siguientes puntos destacan los seis instrumentos de laboratorio comunes utilizados en el cultivo de microorganismos. Los instrumentos son: 1. Class-Wares 2. Contador de colonias 3. Cámara de inoculación 4. Incubadora 5. pHmetro 6. Nefelómetro.

Instrumento de laboratorio # 1. Class-Wares:

Se recomiendan los tubos de ensayo comunes en los que se utilizan tubos de vidrio Corning o Pyrex, porque tienen que superar el efecto de las altas temperaturas durante la esterilización. Los tubos de cultivo se utilizan para contener los medios antes y después de la esterilización. También se utilizan para hacer pendientes de medios (inclinados) para cultivar y preservar microorganismos.

2. Tubos escarpados (Fig. 16.3):

Estos son tubos pequeños, delgados y abiertos cortados de un trozo de tubo de vidrio. Se utilizan especialmente para estudiar bacterias.

3. Tubos Durham & # 8217s (Fig. 16.4):

Los tubos Durham & # 8217s son tubos pequeños y delgados que generalmente se insertan de forma invertida en la parte inferior de los tubos que contienen cultivos para detectar la producción de gas durante los procesos de fermentación.

Casi todos los tamaños de matraces que van desde 50 ml hasta 1000 ml (1 litro) se utilizan generalmente para estudios microbianos en laboratorios. Los matraces Kolle y las botellas Roux, que son diferentes de las habituales (matraz Frenbach), se utilizan a veces para ayudar a aumentar la exposición del medio a la atmósfera. Estos artículos de vidrio se utilizan para contener medios antes y después de la esterilización y también se utilizan para cultivar microorganismos en medio líquido.

Una longitud medida de alambre de platino, nicromo o alambre Eureka se fija en una varilla de metal o vidrio en un extremo y se dobla adecuadamente en el otro. La parte abierta del cable, incluido el lazo, mide aproximadamente 8 cm de longitud. Se pueden utilizar dos tipos de bucles.

Este bucle (Fig. 16.5A) se dobla en línea con el eje principal y el diámetro del bucle debe ser de aproximadamente 3,0 nm. Estos bucles se utilizan para inocular pequeñas cantidades de inóculo de medios líquidos o sólidos.

Este bucle (Fig. 16.5B) se dobla en ángulo recto con el eje principal y el diámetro del bucle debe ser de aproximadamente 5,0 mm. Estos bucles se utilizan para inocular cantidades mayores de inóculo y también se pueden utilizar en la transferencia directa de colonias microbianas de un medio a otro.

Es un alambre recto fijado en un extremo de la varilla y el otro extremo es recto sin ningún bucle (Fig. 16.5C). La aguja de inoculación se utiliza para hacer cultivos de punción.

Las pipetas Pasteur (Fig. 16.6) tienen extremos capilares y generalmente miden hasta 20 cm de longitud con una longitud de orificio ancho de 11 cm y una longitud de orificio estrecho de 9 cm. Se utilizan para transferir pequeñas cantidades de medios líquidos.

La placa de Petri (a menudo llamada placa de Petri) fue inventada en 1887 por un bacteriólogo alemán, llamado Petri. Hasta ese momento, Knock había utilizado diapositivas fotográficas o cualquier otra pieza plana de vidrio, que estaban sujetos a una contaminación considerable.

Las placas de Petri son & # 8216 placas de vidrio cubiertas & # 8217 que constan de una base y una tapa. Aunque hay varios tamaños de placas de Petri, el tamaño de 10 cm x 1,5 cm se considera el más adecuado para el trabajo en clase. Las placas de Petri se utilizan para proporcionar una superficie plana al medio de cultivo derretido cuando se vierte sobre su base.

Instrumento de laboratorio # 2. Contador de colonias:

1. Contador de colonias de Quebec (Fig. 16.7A):

Se considera uno de los contadores de colonias más simples que se utilizan generalmente en laboratorios pequeños. En este, se monta sobre una plataforma una placa de Petri que tiene colonias de microorganismos desarrollados en un medio sólido. Cuando la placa de Petri se ilumina desde abajo, las colonias visibles pueden contarse con una lente que tiene un aumento de X1,5.

2. Contador de colonias eléctrico (Fig. 16.7B):

También se puede utilizar un contador de colonias eléctrico altamente mejorado para contar colonias. Está provisto de un electrodo para marcar la ubicación de cada colonia contada en una placa. Cada colonia tocada por el electrodo se registra automáticamente en el contador.

Instrumento de laboratorio # 3. Cámara de inoculación:

Varios experimentos, por ejemplo, la transferencia de cultivos de un medio a otro para el subcultivo y el aislamiento, se realizan muchas veces en los laboratorios microbiológicos. Para todos estos propósitos, el mantenimiento de la condición aspédica es necesario, de lo contrario, los microorganismos no deseados contaminan los materiales.

Un equipo llamado cámara de inoculación (Fig. 16.8) permite estas operaciones en condiciones asépticas.

1. Construcción de la cámara de inoculación:

La cámara de inoculación es un gabinete que posee cuatro puertas. De estos, dos puertas están en los lados opuestos y se pueden usar para colocar los cultivos, etc. en la cámara.

El panel frontal tiene dos puertas circulares que permiten la inserción de las manos del operador en la cámara para realizar la inoculación, transferencia de cultivo, etc. El gabinete en la parte superior está provisto de una lámpara UV y un tubo de luz ordinario. La lámpara UV se utiliza para esterilizar el entorno interno, mientras que la luz del tubo proporciona iluminación si es necesario.

(i) El interior de la cámara de inoculación se limpia con un desinfectante adecuado, como alcohol al 70%.

(ii) Los materiales necesarios para la experimentación dentro de la cámara se mantienen a través de las puertas presentes en los lados opuestos de la cámara.

(iii) La luz ultravioleta se enciende durante aproximadamente 15 minutos para esterilizar el interior de la cámara.

(iv) La transferencia de materiales para realizar la inoculación, etc. se puede realizar después de este período.

(v) Es preferible tener una lámpara de alcohol que pueda usarse para flamear las agujas o bucles de inoculación antes y después de la inoculación.

Instrumento de laboratorio # 4. Incubadora:

Una incubadora (Fig. 16.9) es un equipo que consta de una cámara de cobre / acero, alrededor de la cual circula agua o aire caliente, ya sea por electricidad o por medio de una pequeña llama de gas. La temperatura de la incubadora se mantiene constante mediante el control del termostato.

La incubadora se utiliza para cultivar o cultivar microorganismos en un medio adecuado a la temperatura adecuada. En una incubadora, la variación de temperatura no debe ser superior a un grado Celsius (1 ° C). En incubadora grande la variación de temperatura sube a 2 o 3 ° C.

Las incubadoras pequeñas de tipo cuadrado son mejores que las grandes. Si se necesita una temperatura inferior a la temperatura ambiente, el agua, antes de circular por la cámara superior, es dirigida por el termostato para que pase a través de una hielera o una pequeña caldera según el requisito de temperatura.

La puerta de la incubadora debe abrirse solo cuando sea necesario. Si los tubos se van a incubar durante un tiempo prolongado oa una temperatura más alta, el medio puede volverse demasiado seco debido a una evaporación excesiva.

En tal caso, se debe empujar el tapón de algodón dentro del cuello del tubo y se debe colocar una tapa de goma para cubrir el tapón. Si las placas de Petri se van a incubar durante mucho tiempo, se pueden colocar en una cámara húmeda con un algodón estéril húmedo en la parte inferior.

El método de incubación del cultivo depende de la temperatura y los requisitos de oxígeno del microorganismo. Para este propósito, la incubadora se usa para mantener la temperatura diferente requerida para el crecimiento de microorganismos en un laboratorio microbiológico.

Instrumento de laboratorio # 5. pHmetro:

El medidor de pH se utiliza para determinar el pH (acidez o alcalinidad de una solución) de soluciones de pH desconocido, así como para establecer el pH de varios medios utilizados para el cultivo y prueba de actividades bioquímicas de microorganismos. En muchos experimentos microbiológicos, el medio de cultivo debe ser de un tipo específico con referencia a la alcalinidad o acidez. Esto es necesario para cultivar microorganismos específicos.

De manera similar, durante los estudios enzimáticos, las enzimas deben recolectarse y estudiarse en un medio particular con un pH específico, de lo contrario, la enzima estará inactiva. Cuando se preparan las soluciones tampón, se tiene cuidado de ver que tengan un pH específico y se comprueba el pH con la ayuda de un instrumento llamado medidor de pH. Primero entenderemos qué es el pH y su importancia antes de estudiar el funcionamiento de un medidor de pH.

La concentración de iones de hidrógeno de cualquier solución se llama pH; el pH se expresa como un número de 0 a 14. El número de pH se refiere a una expresión de la concentración de iones de hidrógeno (H +) en la solución; cuanto mayor es la concentración, más ácida la solución.

Sin embargo, el pH se define como el logaritmo negativo de la concentración de iones de hidrógeno. Dado que el pH es igual al logaritmo negativo de la concentración de iones de hidrógeno, entonces

El agua pura tiene un pH de 7 y se considera neutra. Los valores de pH por debajo de 7 son ácidos y por encima de 7 son básicos. El crecimiento y la supervivencia de los microorganismos están muy influenciados por el pH del medio ambiente y todos los organismos difieren en cuanto a sus necesidades. El rango específico para bacterias es de 4 a 9, siendo el óptimo de 6,5 a 7,5. Los hongos prefieren un ambiente ácido con un óptimo de 4 a 6.

Una solución con un pH de 8 tiene una concentración de iones de hidrógeno diez veces menor que una solución con un pH de 7, es decir, su concentración de iones de hidrógeno es 0.00000001 o 10 -8. Los valores siempre difieren en un factor de 10. A continuación se proporciona una tabla de valores de pH (Tabla 16.2).

2. Medición de pH con medidor de pH:

La medición del pH con un medidor de pH se realiza de forma electrométrica y depende del desarrollo de un potencial de membrana por un electrodo de vidrio. El electrodo de vidrio (Fig. 16.10) posee un tubo interno sellado provisto de una punta metálica (típicamente de cloruro de plata-plata) y un tubo externo lleno de una solución estándar. Un bulbo de vidrio sensible al pH forma la punta de inmersión del electrodo.

El potencial del electrodo de vidrio es proporcional al pH de la solución en la que está sumergido. Además del electrodo de vidrio, se proporciona un medidor de pH con otro electrodo, el electrodo de referencia. El único propósito de este electrodo es completar el circuito de medición con un dispositivo que no sea sensible a ninguno de los iones de la solución.

El electrodo de referencia consiste en un elemento interno metálico típicamente de mercurio-cloruro mercurioso (calomelanos) o plata-cloruro de plata sumergido en un electrolito, generalmente una solución saturada de cloruro de potasio.

La función del electrolito es formar un puente de sal conductor entre el elemento metálico y la solución de muestra en la que se colocan los dos electrodos. Para mantener una comunicación eléctrica estable entre el elemento metálico interno y la solución de muestra, hay una unión líquida en la punta del cuerpo externo del electrodo de referencia.

Esta unión posee un orificio extremadamente pequeño a través del cual las corrientes de solución de electrolito pasan continuamente a la solución que se va a medir. (Esto contamina la solución medida, pero el efecto es insignificante excepto con volúmenes muy pequeños).

El medidor de pH está equipado con un circuito de compensación de temperatura para introducir un potencial conocido para equilibrar el potencial causado por las diferentes temperaturas de la muestra. El instrumento también consta de un potencial de estandarización, que se utiliza para equilibrar el circuito para indicar el pH correcto del estándar utilizado como referencia para medir el pH de una solución de muestra.

3. Precauciones tomadas durante el uso del medidor de pH:

(i) Los electrodos de vidrio, cuando se utilizan por primera vez, deben sumergirse en agua destilada o en una solución de 0,1 mol / HCl durante varias horas antes de su uso.

(ii) La solución debe agitarse completamente antes de medir el pH.

(iii) La temperatura de la solución debe mantenerse constante ya que el pH es sensible al calor.

(iv) Después de cada medición, el electrodo de vidrio debe lavarse a fondo con agua destilada.

(v) No se debe permitir que los electrodos se sequen, siempre deben sumergirse en agua destilada.

(vi) Antes de su uso, el instrumento debe calibrarse con una solución estándar (una solución de pH conocido).

Instrumento de laboratorio # 6. Nefelómetro:

El nefelómetro es un instrumento que se utiliza para analizar la concentración de una sustancia en un líquido. El funcionamiento de este instrumento depende de la intensidad variable de la luz a medida que atraviesa el líquido.

El funcionamiento del nefelómetro se basa en la medición de la intensidad de la luz dispersa (rayos de luz que se desvían perpendicularmente a los rayos directos al atravesar un medio) en función de la concentración de la fase dispersa.

Las partículas diminutas en el medio se dispersan para producir un patrón simétrico de rayos secundarios con una intensidad máxima a 90 °, es decir, en ángulo recto con el haz directo (que no sufre deflexión). Dado que la nefelometría está involucrada en el análisis de rayos desviados, la medición siempre se realiza a 90 ° (rayos secundarios).

En Nefelometría, las medidas se realizan en función de la comparación entre la intensidad de la luz dispersada por la muestra y la luz dispersada por una suspensión estándar en idénticas condiciones. Una mayor intensidad de la luz dispersa a medida que atraviesa el medio indica una mayor turbidez, es decir, una mayor concentración de la muestra.

El indicador de turbidez estándar (de referencia) utilizado en la mayoría de las mediciones nefelométricas es un compuesto de polímero de formacina. Este compuesto se usa preferiblemente debido a su naturaleza fácilmente dispersable en agua y sus propiedades uniformes de dispersión de la luz cuando se mezcla con arcilla y otros materiales turbios naturales.

El instrumento consiste esencialmente en una fuente de luz, un tubo de muestra para contener la suspensión turbia y una fotocélula. The light source is a tungsten lamp, the light rays from which are focussed on to the sample tube holding the suspension to be analysed.

As the light passes through the suspension, two kinds of light rays are produced: direct rays and deflected or scattered rays. Direct rays are absorbed by a light shield and they are not measured by nephelometer.

The scattered rays, which undergo scattering (by the suspension) to the extent of 90° are sensed by a photocell which is kept at right angles to the sample tube. The amount of scattered light that comes out of the sample suspension is directly proportional to the concentration of the sample compound.

Measurement of Turbidity:

The following reagents are needed for measurement of turbidity of a solution:

(i) Turbidity free water:

Highly purified distilled water, which can be obtained by passing distilled water through a membrane filter with pore size not exceeding 0.2 micrometer. The water must possess turbidity not more than 0.02 NTU (Nephelo turbidity unit).

(ii) Standard turbidity suspension (stock solution):

The stock solution is prepared with formazin particles with strength of 400 NTU.

The preparation of the stock solution is the following:

One gram of hydrazine sulphate [(NH2)2 H2ASI QUE4] is dissolved in distilled water and the volume is made to 100 ml in a volumetric flask.

10 grams of hexamethylene tetramine [(CH2)6 norte4] is dissolved in distilled water and the volume is made to 100 ml in a volumetric flask.

(c) Standard turbidity suspension (stock solution) preparation:

Standard turbidity suspension (stock solution) is prepared as follows:

5 ml of solution A and 5 ml of solution B are mixed in a 100 ml volumetric flask and the mixture is allowed to stand for 48 hours at room temperature. The solution is diluted with distilled water up to 100 ml (up to the mark in the flask).

This suspension will have a turbidity of 400 NTU and it can be used for 4-6 months. To start the procedure, 25 ml of stock solution is taken and diluted with distilled water to make the volume to 100 ml. This suspension possesses a strength of 100 NTU.

Turbidity readings are taken as follows:

(i) The instrument is switched on and is allowed a warm up for a period of 10-15 minutes.

(ii) The turbidity range (i.e., 0 to 100 NTU) is selected using the selection knob.

(iii) The sample tube with turbidity free distilled water is inserted into the holder and covered with light shield.

(iv) With the set zero control, the meter is adjusted so that it reads 𔃰’.

(v) The tube is removed and is replaced with standard turbidity suspension. The control is so adjusted that the matter indicates 100 NTU, the actual strength of the suspension.

(vi) The standard suspension is replaced with the unknown sample and the turbidity is read directly from the meter reading in NTU scale.

In case the turbity of the sample is more than 100, suitable dilutions with distilled water are used and NTU is calculated as follows:


Liquid waste requirements

  • Do not overfill liquid waste containers. Leave a sizable amount of head space in the container to allow for expansion and safe transportation — 10% head space is a good rule of thumb.
  • Do not mix solids with liquid waste. Containers found to contain solids during processing by EH&S hazardous waste technicians will be returned to the generator for separation. See guidelines for solid chemical waste below.
  • Liquid-filled small containers such as vials and Eppendorf tubes:
    • Double-bag containers in clear plastic bags to allow visual inspection by EH&S waste technicians.
    • Containers bagged together must contain liquids or liquid mixtures with the same chemical constituents.
    • Seal each bag individually.
    • Accurately list the bag's contents and chemical constituents on the hazardous waste tag.
    • Halogenated and non-halogenated organic solvents may be mixed together in the same waste container. Contact the EH&S Environmental Management Facility, (858) 534-2753, if you want to pour other chemical constituents in the same waste container.
    • Do not combine organic solvents with toxic metal waste!
    • Contact the EH&S Environmental Management Facility, (858) 534-2753, if you're using toxic metal compounds. Examples of metals include arsenic, barium, cadmium, chromium, lead, mercury, selenium, silver, copper, nickel, and zinc.
    • Accumulate recyclable oil separately from oils contaminated with solvents, halogens, laboratory chemicals, or fuels.
    • Oils containing traces of mercury, lead, or other regulated metals are excluded from the recycling program. Notify EH&S on the hazardous waste tag if your oil waste may contain these materials.

    Glassware and Instruments used in Microbiology Laboratory

    Some of the glassware instruments used in microbiology laboratory are:- 1. Test Tubes 2. Test Tubes Racks 3. Test Tube Holder 4. Funnel 5. Volumetric Glassware 6. Non-Volumetric Glassware.

    Also learn about the process of handling and caring of laboratory glasswares.

    1. Test Tubes:

    They are used to heat on hold reagents for observing chemical reaction.

    2. Test Tubes Racks:

    It is used to hold the test tube in the upright position. These are made of metal or plastics.

    3. Test Tube Holder:

    It is used during heating of the test tube.

    4. Funnel:

    It is used during filtration.

    5. Volumetric Glassware:

    It includes cylinders, pipettes, burette & volumetric flasks. It is used in measuring accurate volume of a liquid.

    They permit the fluid to flow in a drop wise fashion.

    6. Non-Volumetric Glassware:

    It is used for heating liquid and for preparing reagent solution.

    It is used for the aerobic culture of microbes.

    It is used for dissolving the solute in preparing solution.

    Handling and Caring of Laboratory Glasswares:

    While working in a laboratory the technician must get acquainted with the types of glasswares handled in the laboratory & use them appropriately. Improper use of glassware may lead to breakage.

    There are basically 2 types of glassware:

    (1) Borosilicate glassware

    (2) Soda-lime glassware

    Borosilicate is heat and chemical resistant. It can also stand mechanical stress & will not break due to sudden change of temperature. While soda-lime glass which is less resistant to mechanical shock and thermal shock. It is cheaper than borosilicate. It is easy to bend by heat.

    Handling of Glassware:

    Laboratory glassware is expensive proper care and handling reduces the risk of personal injury.

    Some common type for the care and handling are:

    1. Never leave the glass wares in the absence of attendant when it is heated, it will crack and explode.

    2. Avoid scratching of glass in its daily use working the missing of a sonly in a beaker.

    3. Use heat resistant glass while preparing solution of acids and alkaline.

    Cleaning of Glass Wares:

    1. Soak in 2% HCl for overnight to neutralize any alkali present.

    2. Wash in running tap water.

    3. Boil in any synthetic detergent for 30 minutes. Rinse well with tap water and finally in distilled water.

    Boil in a detergent for 30 minutes, clean thoroughly with a brush, rinse in tap water. Dry them in the hot air oven with the temperature not exceeding 80°C.

    Potassium dichromate (kMno4) cleaning solution composition

    Dissolve 25gm. Potassium dichromate in 25ml of water. Add 50ml of Conc. Sulphuric acid (slowly, always add acid to water) and cool store in a stoppered bottle. Dissolve when it starts turning green.

    1. Autoclave to remove infected material.

    2. Boil in a detergent solution for 30 minutes. Clean with a brush.

    3. Rinse in running water and finally with distilled water and place them in test tube rack upside down and dry them in an oven.

    4. Cotton plugs them and sterilizes them in the hot air oven.

    1. Soak in cleaning solution for overnight

    2. Wash in running tap water.

    3. Rinse in distilled water.

    4. Dry on suction pump using spirit or acetone.

    5. To sterilize plug mouth piece with cotton wool, wrap in craft paper and sterilize in hot air oven for 1 hr. at 160°c.

    1. Soak in 3% Lysol for 1 hour.

    2. Wash it same as test tubes.

    1. Boil in a detergent for 30 min.

    2. Place in Dichromate solution for overnight.

    5. For using, take them out with a forceps and hold them only by the edge.

    Used slides – Wash it same as used glassware

    Infected – Infected slides should be autoclaved and clean as early as possible new reuse slides used for examination of acid fast bacilli or gram stain)

    Contaminated material may be disposed in paper or cardboard wrappers and incinerated. Autoclave the glassware that has been contaminated. Having autoclaved, wash and prepare in the usual way.

    Complete bacterial sterility can be achieved either by sterilizing them in the hot air oven or in an autoclave. Keep injection syringes separate from blood withdrawing syringes. Fresh syringes (sterilized) should be used for withdrawing blood for each patient. Before reusing they properly sterilize them. Needles used should be sharp and not with blunt ends.

    Choice of Syringes and Needles:

    All glass syringes are preferred over glass and metal ones. Preferably keep size 5ml or more syringes for withdrawing blood. Needles should be of size less than 21 (SWG). A needle with a smaller diameter would cause lysis of blood when used for blood withdrawing.

    With-drawing needles should be at least an inch long.

    These are washed in the usual way then dried with acetone. Wrap the plunger and the barrel in a paper and sterilize in hot air oven.

    Immediately after use, wash them thoroughly with cold water (hot water will coagulate proteins and will make the syringes difficult to clean). Clean then thoroughly in a detergent, brush the barrel properly, rinse in tap water and then in distilled water. Rinse in acetone and let dry. Sterilize in hot air oven as mentioned above.

    These should be washed at first with cold 2% Lysol solution and then clean as above. Syringes infected with highly virulent material should first be autoclaved. The syringes should be placed in the cold oven and be heated at 160°C for 90 minutes. Syringes not used for 3 months should be avoided and the barrel and the plunger should be sterilized separately (kept in a wrapper) by autoclaving them.

    (i) Should first be rinsed in cold water.

    (ii) Clean the mounts with a cotton wool swab.

    (iii) Wash again, rinse in acetone.

    (iv) Pass a styllete through the hole to remove any plugs if present it is important to discard all needles with blunt tips, a hand lens can be used to examine needle tips).

    (v) Serum hepatitis can be transmitted through using imperfectly cleaned and sterilized needles.

    (vi) The needles should be sterilized in a hot air oven.

    Disinfection of syringes by boiling.

    In an emergency, syringes can be fairly effectively sterilized by boiling then in distilled water for at least 5 minutes after having cleaned them in the usual way.


    Personal Protective Equipment (PPE)

    Minimum PPE

    Dedicate PPE within your laboratory for your experiments. Do not wear PPE to other non-lab areas and remove prior to leaving the BSL 2 laboratory . Depending on the number of labs you have and the nature of the work, researchers may need multiple lab coats for each area to avoid potential cross contamination

    1. Lab coat, preferably disposable with cuffed sleeves
    2. Sleeve covers should be worn to minimize contamination of wrists and lab coat sleeves.
    3. Consider double gloving, particularly for all work within a biological safety cabinet (BSC). The outer pair can be removed before exiting the biosafety cabinet and a new pair put on when re-entering the biosafety cabinet.
    4. Wear safety glasses and disinfect after each use with 70% ethanol and air dry. Do not share with others in the lab.
    5. Wear a chin-length face shield or safety glasses and a surgical mask if working outside of the biosafety cabinet with biohazards on the bench. This will protect the researcher’s facial mucous membranes from exposure in the event of a spill outside the biosafety cabinet during transfer of material to and from the incubator.

    Removal of PPE/Hand Washing

    1. In general, the most contaminated item is removed first. Usually, these are the outer pair of gloves if two pairs of gloves are worn. Discard gloves into the regulated medical waste receptacle.
    2. If only a single pair of gloves have been worn, disinfect your gloves with your lab’s disinfectant (such as 70% ethanol) when you have finished your work and allow at least a 30 second contact time.
    3. Wet some paper towels with your lab’s disinfectant and set aside. Disinfectant wipes can also be placed in the PPE removal location for the decontamination of reusable items after removal.
    4. After this 30 second decontamination step, remove your lab coat or gown.
    5. After removing your lab coat or gown, check for any visible contamination on your lab coat if reusable. Spray these areas with your lab’s disinfectant and allow to air dry. If wearing a disposable gown or lab coat, place in the biomedical waste container after removal.
    6. Spray your gloves with your lab’s disinfectant and “wash” your gloved hands together for 30 seconds to disinfect them once again.
    7. Remove your face shield or safety glasses and mask if worn. Place disposable items in the regulated medical waste receptacle. Use disinfectant-wet paper towels or disinfectant wipes to wipe down the face shield and safety glasses with disinfectant and allow to air dry.
    8. Remove your inner gloves aseptically, or by avoiding contact with the exterior of each glove and in a manner, that prevents the exterior of either glove from contacting your skin. Discard gloves in the regulated medical waste container.
    9. Wash your hands with soap and water for 30 seconds. Close the sink faucet off with paper towels after use. Do not touch the faucet handles with your hands after washing to avoid potential re-contamination of your hands

    Laboratory Waste Disposal Responsibilities

    Laboratory Personnel

    Laboratory personnel are responsible for managing their activities to eliminate or minimize hazards and to provide a safe working environment for anyone who has a need to enter their laboratory. It is important for laboratory personnel to recognize that other personnel will not be familiar with laboratory activities and may not understand what is being disposed.

    Laboratory personnel must keep floors free of obstructions and hazards to allow Building Services personnel to service the laboratory and clean the floors. Building Services personnel will not pick up sharps from the floor, such as broken glass, glass pipets, plastic pipet tips, glass capillary tubes, razor blades and other related sharps.

    All spills and hazardous materials must be cleaned up by laboratory personnel or, if necessary, with assistance from Environmental Health and Safety personnel. Floors, working surfaces, and equipment must be free of any hazardous residues.

    Building Services Personnel

    Building Services personnel should review the activities and waste practices of each laboratory with laboratory personnel to ensure that everyone understands where and what hazards are present, what services will be provided, and where the wastes are located. Building Services personnel should wear, at a minimum, safety glasses and gloves when working in a laboratory. If you notice a hazardous situation (e.g., spill on floor, hazardous materials in the municipal waste, sharps not properly packaged, etc.) contact your supervisor. The supervisor should discuss the situation with laboratory personnel or leave a discrepancy notice.

    EHS Personnel

    Environmental Health and Safety personnel develop procedures for disposing of wastes that may be hazardous. EHS personnel provide timely removal of hazardous and radioactive waste and provide assistance for the clean-up of hazardous spills, if necessary.

    Laboratory Waste Disposal Procedure Summary

    Make sure the materials placed in the municipal waste are suitable for this type of disposal, especially:

    • Do not place any liquids in the municipal waste.
    • Do not dispose of chemical waste, including stock containers with unused product, in the municipal waste.
    • Empty or rinsed containers must be free of any hazardous residue and be marked "empty."
    • All sharps must be in an appropriate, puncture-resistant container to prevent injuries.
    • If a material can be mistaken as a hazardous, radioactive, or biological waste, but is not, it must be identified as non-hazardous.

    Building Services will dispose of glass if it is cleaned of any hazardous materials and is properly packaged. The total weight must not exceed 40 pounds and the container must be able to be easily and safely handled by Building Services personnel.

    For all other types of waste, make sure the container is appropriately labeled and separated from municipal waste:

    Hazardous waste - manage hazardous wastes in accordance with the Hazardous Materials Management and Disposal Policy and Procedures manual. This type of waste may only be removed by Environmental Health and Safety personnel.

    Radioactive waste - manage radioactive wastes in accordance with the Radiation Safety Manual. This type of waste may only be removed by Environmental Health and Safety personnel.

    Biological waste - manage biological wastes in accordance with the Biohazardous Waste and Sharps Disposal policy.

    Sharps - At U of I a "sharp" is defined as any object which could readily puncture or cut the skin of an individual, including, but not limited to:

    • Needles, syringes, knives, razor blades, lancets, capillary tubes, metal shavings, etc.
    • Glass or plastic pipettes and pipette tips
    • Any broken glass, glass slides, cover slips, plastic, metal, pottery with sharp edges, etc.
    • Anything that could puncture through a garbage bag causing the bag to rupture and spill, or risking injury and exposure to personnel.

    Refer to EHS Guidance Document "Sharps and Pipette Tips Disposal" and the "Sharps Disposal Flow Chart" for more information.


    Ver el vídeo: USO PIPETA 1 (Agosto 2022).